Membrane nanotube formation from endosomes by cooperating motors: physical regulation and quantitative characterization

Den interne organiseringen av celler er avhengig av transport mellom organeller som er viktig for optimal cellefunksjon. I dette prosjektet har vi studert interaksjoner i det endosomale systemet og finner at sene endosomer påvirker de tidlige og vi har videre funnet at ved å skru av Rab7a vil endoplasmatisk retikulum endres fra tubler til sheets. Dette er bakgrunn for Phd prosjektet. En annen del av prosjektet har fokusert på mikromanipulasjon i levende sebrafisk. Vi har etablert mikromanipulerings-metoder (optisk pinsett) for å teste interaksjonen mellom ulike nanopartikler og forskjellige typer celler i levende sebrafisk embryo (makrofager og kreftcellelinjer). Dette er en ny metode som gir verdifull kunnskap om hvordan potensielle terapeutiske nanopartikler interagerer med ulike strukturer inne i en levende organisme. Denne nye metoden øker i stor grad reproduserbarheten av eksperimenter og gir mulighet til kvantitativ analyse av nanopartiklers interaksjoner med biologiske strukturer i en in vivo modell , noe som ikke er mulig med tradisjonelle tilnærminger.

The aim of this project is to quantitatively characterize the cooperativity of motor proteins during membrane nanotube formation from endosomes and to determine in living cells the regulatory role of physical properties on tubulation. Membrane nanotubes ( typically 50 nm diameter) are ubiquitous in cells and play an important role in trafficking and sorting. To form these highly curved membrane shapes significant forces need to be exerted. Cytoskeletal motor proteins (such as kinesins or dyneins) have been shown to be important for membrane nanotube formation. It is now clear however that single motors are not strong and persistent enough, hence they need to join forces and cooperate. We aim to unravel the details of the mechanisms through which they clust er together and to characterize the balance between the motor protein cluster size and the forces required to form tubes, which are set by physical properties of the membrane. In order to do this, we will develop new techniques and apply live cell imaging with high temporal and spatial resolution. We will use reconstitution with giant unilamellar vesicles and purified endosomal proteins and other factors relevant for endosome tubulation. In parallel, we will directly quantify and control the endosomal me mbrane tension and tube forces using optical tweezers and micropipette aspiration techniques.